ردیابی جهش های ژنی مرتبط با مقاومت به بنزیمیدازول ها و استروبیلورین ها در جدایه های Botrytis cinerea جمع آوری شده از انگور در استان آذربایجان غربی

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی سابق کارشناسی ارشد بیماری شناسی گیاهی، گروه بیماری شناسی گیاهی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران.

2 استادیار، گروه گیاه پزشکی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه.

3 استادیار، گروه بیماری شناسی گیاهی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران.

چکیده

چکیده
کنترل شیمیایی با استفاده از قارچ­کش­ها مهم­ترین روش کنترل Botrytis cinerea در محصولات مختلف به شمار می­رود. ولی مدیریت موثر این قارچ مستلزم وجود اطلاعاتی در زمینه وجود و فراوانی سویه­های مقاوم به قارچ­کش­ها و میزان مقاومت و نیز جهش­های مرتبط با بروز مقاومت است. در این تحقیق حساسیت 103 جدایه B. cinerea که از تاکستان­های مناطق مختلف استان آذربایجان غربی جمع­آوری شده بودند، نسبت به کاربندازیم و آزوکسی­استروبین مورد ارزیابی قرار گرفت. در بین جدایه­های مورد بررسی، 39 جدایه (38 درصد) به کاربندازیم و 35 جدایه (34 درصد) نسبت به آزوکسی­استروبین خیلی مقاوم بودند. توالی­یابی بخشی از ژن بتاتوبولین نشان داد که در سویه­های مقاوم به کاربندازیم، جهش از GAG به GCG اتفاق افتاده است که منجر به جایگزینی آلانین با اسید گلوتامیک در کدون 198 و بروز فنوتیپ Ben R1 می­شود. بررسی توالی بخشی از ژن cyt b مشخص نمود که سویه­های مقاوم به آزوکسی­استروبین، یک جهش نقطه­ای از GGT به GCT داشتند که موجب جایگزینی آلانین با گلایسین در کدون 143 می­شود. همچنین یکی از جدایه­های حساس به آزوکسی­استروبین دارای اینترون Bcbi-143/144 بلافاصله پس از کدون 143 در ژن cyt b بود. نتایج نشان داد که استفاده از قارچ­کش­های گروه­های بنزیمیدازول و استروبیلورین در مدیریت B. cinerea در تاکستان­های منطقه قابل توصیه نیست. البته با توجه به اینکه سویه­های مقاوم به بنزیمیدازول­ها دارای فنوتیپ Ben R1 بودند، می­توان از دی­اتوفن­کارب یا زوکسامید به همراه یکی از قارچ­کش­های بنزیمیدازولی استفاده کرد و سویه­های حساس و مقاوم را به طور موثری کنترل نمود.
 

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Detection of Gene Mutations Associated with Resistance to Benzimidazoles and Strobilurins in Botrytis cinerea Isolates from Grape in West Azarbaijan Province

نویسندگان [English]

  • Vafa Reaei Rad 1
  • Masoud Abrinbana 2
  • Saied Rezaei 3
1 Detection of Gene Mutations Associated with Resistance to Benzimidazoles and Strobilurins in Botrytis cinerea Isolates from Grape in West Azarbaijan Province
2 Assisstant Professor, Department of Plant Protection, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia, Iran.
3 Assisstant Professor, Department of Plant Pathology, Tehran Science and Research Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran.
چکیده [English]

Abstract
Chemical control using fungicides is considered as the most important method to control Botrytis cinerea in different crops. However, effective management of this pathogen requires information on presence and frequency of fungicide-resistant strains and levels of resistance as well as mutations associated with the resistance. In this research, sensitivity of 103 B. cinerea isolates collected from vineyards in different regions of West Azarbaijan province was assessed to carbendazim (60 WP) and azoxystrobin (25 SC). Among the studied isolates, 39 (38%) and 35 (34%) isolates were highly resistant to carbendazim and azoxystrobin, respectively. Partial sequencing of the beta tubulin gene indicated that in carbendazim-resistant strains GAG had changed to GCG which led to the substitution of glutamic acid by alanine at the codon position 198 and subsequently appearance of Ben R1 phenotype. Analysis of the partial cyt b gene sequence revealed that in azoxystrobin-resistant strains GGT had changed to GCT (point mutation) leading to substitution of glycine by alanine at the codon position 143. Further, one of the azoxystrobin-sensitive isolates had Bcbi-143/144 intron immediately after codon 143 in cyt b. The results indicated that application of benzimidazole and strobilurin fungicides groups are not recommended for B. cinerea management in the vineyards of the region. However, given that benzimidazole-resistant strains had Ben R1 phenotype, benzimidazole fungicides can be used with diethofencarb or zoxamide as a mixture partner to effectively control both sensitive and resistant strains.
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • Keywords: Beta tubulin
  • Cytochrome b
  • Fungicide resistance
  • Gray mold

مراجع

امینی ر، 1393. ارزیابی حساسیت جدایه­های Botrytis cinerea جمع­آوری شده از تاکستان­های استان آذربایجان غربی نسبت به چهار قارچ­کش سیستمیک. پایان­نامه کارشناسی ارشد بیماری­شناسی گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه.
امینی ر و ابرین­بنا م، 1395. مقاومت برخی جدایه­های Botrytis cinerea نسبت به قارچ­کش­های بنومیل، ایپرودیون و فن­هگزامید در استان آذربایجان غربی. پژوهش­های کاربردی در گیاه­پزشکی، جلد پنجم، شماره 1. صفحه­های 195 تا 207.
Angelini RMM, Rotolo C, Masiello M, Gerin D, Pollastro S and Faretra F, 2014. Occurrence of fungicide resistance in populations of Botryotinia fuckeliana (Botrytis cinerea) on table grape and strawberry in southern Italy. Pest Management Science 70(12): 1785–1796.
Asadollahi M, Szojka A, Fekete E, Karaffa L, Takács F, Flipphi M, and Sándor E, 2013. Resistance to QoI fungicide and cytochrome b diversity in the Hungarian Botrytis cinerea population. Journal of Agricultural Science and Technology 15(2): 397–407.
Banno S, Yamashita K, Fukumori F, Okada K, Uekusa H, Takagaki M, Kimura M and Fujimura M, 2009. Characterization of QoI resistance in Botrytis cinerea and identification of two types of mitochondrial cytochrome gene. Plant Pathology 58(1): 120–129.
Bartlett DW, Clough JM, Godwin JR, Hall AA, Hamer M and Parr-Dobrzanski B, 2002. The strobilurin fungicides. Pest Management Science 58(7): 649–662.
Brent KJ and Hollomon DW, 2007. Fungicide Resistance in Crop Pathogens: How can it be Managed?. Fungicide Resistance Action Committee: FRAC Monograph No. 1.
Chatzidimopoulos M, Papaevaggelou D and Pappas AC, 2013. Detection and characterization of fungicide resistant phenotypes of Botrytis cinerea in lettuce crops in Greece. European Journal of Plant Pathology 137(2): 363–376.
Elad Y, Williamson B, Tudzynski P and Delen N, 2004. Botrytis spp. and diseases they cause in agricultural systems an introduction. Pp 1­–8 In: Elad Y, Williamson B, Tudzynski P and Delen N (eds.) Botrytis: Biology, Pathology and Control. Kluwer Academic Press, Dordrecht, The Netherlands.
Fernández-Ortuño D, Torés JA, de Vicente A and Perez-García A, 2008. Mechanisms of resistance to QoI fungicides in phytopathogenic fungi. International Microbiology 11(1): 1–9.
Fillinger S and Walker A, 2016. Chemical control and resistance management of Botrytis diseases. Pp 189–216 In: Fillinger S and Elad Y (eds.) Botrytis- The Fungus, The Pathogen and Its Management in Agricultural Systems. Springer, Switzerland.
Gisi U, Sierotzki H, Cook A and McCaffery A, 2002. Mechanisms influencing the evolution of resistance to QoI inhibitor fungicides. Pest Management Science 58(9): 859–867.
Hahn M, 2014. The rising threat of fungicide resistance in plant pathogenic fungi: Botrytis as a case study. Journal of Chemical Biology 7(4): 133–141.
Ishii H, Fountaine J, Chung W, Kansako M, Nishimura K, Takahashi K and Oshima M, 2009. Characterisation of QoI-resistant field isolates of Botrytis cinerea from citrus and strawberry. Pest Management Science 65(8): 916–922.
Jiang J, Ding L, Michailides TJ, Li H and Ma Z, 2009. Molecular characterization of azoxystrobin-resistant isolates of Botrytis cinerea. Pesticide Biochemistry and Physiology 93(2): 72–76.
Kim YK and  Xiao CL, 2010. Resistance to pyraclostrobin and boscalid in populations of Botrytis cinerea from stored apples in Washington State. Plant Disease 94(5): 604–612.
Leroux P, 2007. Chemical control of Botrytis and its resistance to chemical fungicides. Pp 195–217 In: Elad Y, Williamson B, Tudzynski P and Delen N (eds.) Botrytis: Biology, Pathology and Control. Kluwer Academic Press, Dordrecht, The Netherlands.
Leroux P, Chapeland F, Desbrosses D and Gredt M, 1999. Patterns of cross-resistance to fungicides in Botryotinia fuckeliana (Botrytis cinerea) isolates from French vineyards. Crop Protection 18(10): 687–697.
Leroux P, Fritz R, Debieu D, Albertini C, Lanen C, Bach J, Gredt M and Chapeland F. 2002. Mechanisms of resistance to fungicides in field strains of Botrytis cinerea. Pest Manegment Science 58(9): 876–888.
Leroux P, Gredt M, Leroch M and Walker AS, 2010. Exploring mechanisms of resistance to respiratory inhibitors in field strains of Botrytis cinerea, the causal agent of gray mold. Applied and Environmental Microbiology 79(19): 6615–6630.
Lu XH, Jiao XL, Hao JJ, Chen AJ and Gao WW, 2016. Characterization of resistance to multiple fungicides in Botrytis cinerea from Asian ginseg in northern China. European Journal of Plant Pathology 144(3): 467–476.
Malandrankis A, Markoglou A and Ziogas B, 2011. Molecular characterization of benzimidazole-resistant B. cinerea field isolates with reduced or enhanced sensitivity to zoxamide and diethofencarb. Pesticide Biochemistry and Physiology 99(1): 118–124.
Markoglou AN, Malandrankis AA, Vitoratos AG and Ziogas BN, 2006. Characterization of laboratory mutants of Botrytis cinerea resistant to QoI fungicides. European Journal of Plant Pathology 115(2): 149–62.
Park SY, Jung OJ, ChungYR and Lee CW, 1997. Isolation and characterization of a benomyl-resistant form of beta-tubulin-encoding gene from the phytopathogenic fungus Botryotinia fuckeliana. Molecular Cells 7(1): 104–109.
Pearson RC and Goheen AC, 1988. Compendium of Grape Diseases. APS Press, USA.
Samuel S, Papayiannis LC, Veloukas T, Hahn M and Karaoglanidis GS, 2011. Evaluation of the G143E mutation and cyt b intron presence in the cytochrome bc-1 gene conferring QoI resistance in Botrytis cinerea populations from several hosts. Pest Management Science 67(8): 1029–1039.
Sierotzki H, 2015. Respiration inhibitors. Pp: 119–143 In: Ishii H and Hollomon DW (eds.) Fungicide Resistance in Plant Pathogens. Springer, Tokyo, Japan.
Thompson JD, Gibson TJ, Plewniak F, Jeanmougin F and Higgins DG, 1997. The Clustal X Windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Research 25(24): 4876–4882.
Vallières C, Trouillard M, Dujardin G and Meunier B, 2011. Deleterious effect of Qo inhibitor compound resistance-conferring mutation G143A in the intron containing cytochrome b gene and mechanisms for bypassing it. Applied and Environmental Microbiology 77(6): 2088–2093.
Williamson B, Tudzynski B, Tudzinski P and Vankan JA, 2007. Botrytis cinerea: the case of grey mould disease. Molecular Plant Pathology 8(5): 561–580.
Wood PM and Hollomon DW, 2003. A critical evaluation of the role of alternative oxidase in the performance of strobilurin and related fungicides acting at the QO site of complex III. Pest Management Science 59(5): 499–511.
Yarden O and Katan T, 1993. Mutations leading to substitutions at amino acids 198 and 200 of beta-tubulin that correlate with benomyl-resistance phenotypes of field strains of Botrytis cinerea. Phytopathology 83(12): 1478–1483.
Yin YN, Kim YK and Xiao CL, 2012. Molecular characterization of pyraclostrobin resistance and structural diversity of the cytochrome b gene in Botrytis cinerea from apple. Phytopathology 102(3): 315–322.
Zhang CQ, Hu JL, Wei  FL and Zhu GN, 2009. Evolution of resistance to different classes of fungicides in Botrytis cinerea from greenhouse vegetables in China. Phytoparasitica 37(4): 351–359.
Zhang CQ, Liu SY and Zhu GN, 2010. Detection and characterization of benzimidazole resistance of Botrytis cinerea in greenhouse vegetables. European Journal of Plant Pathology 126(4): 509–515.
Ziogas BN, Nikou D, Markoglou AN, Malandrakis AA Vontas J, 2009. Identification of a novel point mutation in the β-tubulin gene of Botrytis cinerea and detection of benzimidazole resistance by a diagnostic PCR-RFLP assay. European Journal of Plant Pathology 125(1): 97–107.
 
پژوهش های کاربردی در گیاهپزشکی
دوره 8، شماره 1
تیر 1398
صفحه 57-70

فایل ها

سابقه مقاله

  • تاریخ دریافت: 01 تیر 1398
  • تاریخ پذیرش: 01 تیر 1398

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار